INTRODUCCIÓN

El síndrome metabólico (SM) se caracteriza por la presencia de obesidad, dislipidemia, hipertensión, hiperinsulinemia e hiperglucemia leve¹. Entre otras complicaciones a largo plazo, el establecimiento de insulinorresistencia (IR) es un factor de riesgo para las enfermedades cardiovasculares y la diabetes mellitus tipo 2 (DM2) y, por lo tanto, el desarrollo de prácticas de prevención es un objetivo relevante para la salud pública.

La prevalencia creciente del SM se asocia, entre otros factores, a cambios en el estilo de vida y el consumo de dietas inadecuadas². En cuanto a esto último, diversos estudios indicaron que la ingesta de un exceso de fructosa o sacarosa puede generar SM^3-5 y, en ese sentido, la alimentación de roedores con dietas ricas en sacarosa (DRS) demostró ser un modelo útil para evaluar los mecanismos involucrados porque presenta características similares a las observadas en pacientes con SM^6-8.

Se ha postulado que un incremento en los niveles circulantes de glucocorticoides (o de su activación en tejidos blanco) participaría del desarrollo y mantenimiento de la obesidad y del SM, ya que pacientes con síndrome de Cushing, por ejemplo, presentan un metabolismo anormal de lípidos y glucosa que se acompaña de IR^9-12. Sin embargo, el análisis de los estudios publicados no arroja resultados concluyentes^13-15.

Recientemente demostramos que ratas alimentadas con sacarosa al 30% en el agua de bebida (DRS) desarrollan IR y cambios en la actividad del eje hipotálamo-hipófiso- adrenal (HHA)^16,17. Luego de siete semanas de tratamiento, detectamos un aumento en los niveles circulantes de glucocorticoides (GCs), que correlacionó con una respuesta alterada a la insulina¹⁸.

El desarrollo de IR se relacionó con la generación de estrés oxidativo, la producción de citoquinas proinflamatorias, la inducción de una respuesta de fase aguda y la activación de los macrófagos del tejido adiposo^19-21. De hecho, se ha postulado que la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS, por su sigla en inglés) es una vía común para la inducción de IR por glucosa, ácidos grasos libres y citoquinas²².

Tanto las citoquinas como las ROS pueden afectar la actividad del eje HHA^23-28. En particular, la producción de hormona adrenocorticotropa (ACTH, por su sigla en inglés) por células corticotropas hipofisarias se estimula en presencia de citoquinas y concentraciones suprafisiológicas de glucosa (que implican la generación de ROS)^29,30.

Diversos estudios demostraron los efectos beneficiosos de la suplementación dietaria con micronutrientes con propiedades antioxidantes, como el ácido α-lipoico (o tióctico -AL-), como complemento a las terapias clásicas para la prevención o tratamiento de complicaciones diabéticas como la neuropatía, nefropatía y cardiomiopatías diabéticas^31,32. El AL es un ditio-compuesto que participa del metabolismo energético mitocondrial y junto con su metabolito, el ácido dihidrolipoico, son considerados buenos antioxidantes porque son potentes eliminadores de ROS y de especies reactivas del nitrógeno (RNS, por su sigla en inglés), en dominios lipídicos y acuosos son quelantes de metales³³, y están implicados en la regeneración de otros antioxidantes como las vitaminas E y C, y el glutatión reducido³⁴.

La melatonina (5 metoxi-N-acetiltriptamina), producida por la glándula pineal, es una molécula multifuncional que participa, entre otros procesos, de la regulación del ritmo circadiano, la respuesta inmune y el período fértil en animales con ciclos reproductivos^35,36. La melatonina es, además, un importante depurador de ROS y RNS, tanto en concentraciones fisiológicas como farmacológicas^37,38, activa enzimas antioxidantes como la superóxido dismutasa (SOD) y la glutatión peroxidasa (GSH-Px) e induce la actividad de la γ-glutamilcisteína sintetasa al estimular así la producción de glutatión (GSH)^39,40. Asimismo múltiples evidencias experimentales demuestran propiedades antiinflamatorias de la melatonina relacionadas con la inhibición de la óxido nítrico sintasa inducible iNOS (su sigla en inglés) y la eliminación del peroxinitrito^41,42.

En nuestro laboratorio, en este modelo animal de IR, detectamos un incremento en la actividad del eje HHA que fue previo a cambios en la sensibilidad a insulina. En ese sentido, en este estudio nos propusimos evaluar los efectos del tratamiento antioxidante (AL y/o melatonina) sobre la activación del eje HHA en animales alimentados con DRS. Nuestros resultados muestran los efectos beneficiosos del tratamiento con ambas moléculas sobre los cambios observados en la función hipofisaria en ratas alimentadas con DRS, y sugieren que el estrés oxidativo y la inflamación determinadas a nivel hipofisario participan de la desregulación del eje HHA.

MATERIALES Y MÉTODOS

Animales

En este estudio se utilizaron ratas Wistar macho adultas (200-250 g) alojadas (tres animales/jaula) en condiciones controladas de humedad y temperatura (21±2ºC), con un ciclo de luz-oscuridad de 12 horas (h). Los animales recibieron alimento estándar ad libitum y como bebida, agua (grupo C) o una solución de sacarosa al 30% p/v (grupo DRS) durante tres semanas. Se evaluó la resistencia a la insulina mediante una prueba de tolerancia a la insulina durante la tercera semana de tratamiento¹². Todos los protocolos fueron aprobados por el Comité de Uso y Cuidado de Animales (CICUAL) de la Facultad de Medicina de la Universidad de Buenos Aires y siguieron los “Principios del cuidado de animales de laboratorio” (publicación NIH Nº 85-23, revisada en 1985).

Tratamientos antioxidantes

Los animales se dividieron al azar en cuatro grupos experimentales: C (control), DRS, antioxidante, antioxidante con DRS. Los tratamientos con antioxidantes y DRS se iniciaron simultáneamente.

Se utilizaron dos antioxidantes diferentes: ácido lipoico (AL) y melatonina (MEL). Los animales recibieron AL, 100 mg/kg, i.p., cada 48 h. Los animales de los grupos sin tratamiento con AL recibieron inyecciones de solución salina con la misma frecuencia como tratamiento simulado. A otro grupo de animales se les implantó un pellet subcutáneo de melatonina (20 mg con 3% p/v de aceite vegetal, comprimido en un cilindro de 2,5 mm de diámetro y 1 mm de longitud), mientras que los grupos controles fueron sometidos a una operación simulada sin implante de pellet. La melatonina se obtuvo de Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO, EE.UU.). El pellet de melatonina se implantó subcutáneamente debajo de la piel del cuello y se reemplazó cada 10 días⁴³.

Muestras de tejido y suero

Finalizados los tratamientos, los animales se sacrificaron por decapitación, entre las 9:00 h y las 10:00 h para minimizar las variaciones circadianas entre los grupos, y se recolectó sangre troncal. Las glándulas hipofisarias se disecaron sobre hielo y se homogenizaron en buffer fosfato (Na2HPO4 50 mmol/L pH 7.4; EDTA 0.2 mmol/L, KCl 100 mmol/L) con inhibidores de proteasas (cocktail 1X, Sigma Aldrich, Argentina) o en reactivo TRI (Genbiotech, Argentina) para el aislamiento de ácido ribonucleico (ARN) total.

Mediciones bioquímicas y hormonales

Los esteroides se extrajeron del suero con diclorometano y su concentración sérica se determinó por radioinmunoensayo, como se describió anteriormente44. La concentración plasmática de ACTH se determinó mediante el sistema de inmunoensayo Immulite 2000® (Siemens, Alemania), y los niveles séricos de glucosa y triglicéridos se evaluaron mediante ensayos comerciales colorimétricos (Wiener Lab, Argentina o Randox, Reino Unido). La concentración de melatonina en suero se analizó mediante un ensayo de ELISA competitivo (IBL International INC, Hamburgo, Alemania).

Niveles de lipoperóxidos y actividad de catalasa

Los tejidos hipofisarios se homogenizaron en 400 μl de buffer TBARS (KH2PO4 15 mM/ K2PO4, KCl 60 mM, pH 7,4) con inhibidores de proteasas. Los niveles de lipoperóxidos se determinaron en los sobrenadantes de centrifugación (1000 xg por 10 minutos a 4ºC), como especies reactivas al ácido tiobarbitúrico, de acuerdo a protocolos ya descriptos⁴⁵.

La actividad de la catalasa se determinó según los procedimientos publicados⁴⁶ con modificaciones menores. Brevemente, los homogenatos hipofisarios se diluyeron 1:10 en buffer de fosfato sódico 50 mM, pH 7.4 y se colocaron 100 μl de esta dilución en una cubeta espectrofotométrica. Las reacciones se iniciaron mediante la adición de 60 μl de H₂O₂ 2.5 volúmenes (223 mM) y se registró la absorbancia a 240 nm durante 120 segundos. La actividad, expresada como μM de H₂O₂ consumido por minuto por μg de proteína, se calculó a partir de la pendiente de la curva correspondiente considerando un coeficiente de absorción molar de 0.0394 mM^-1cm^-1 para el H₂O₂.

Inmunohistoquímica

Los animales se anestesiaron con una mezcla de ketamina y xilazina (50 mg/kg-2 mg/kg) y luego se perfundieron intracardiacamente con paraformaldehído al 4% en buffer fosfato 0.1 M, pH 7.4. Los tejidos hipofisarios disecados se fijaron posteriormente en el mismo fijador (12 h) y se deshidrataron incubándolos con soluciones de concentraciones crecientes de etanol (70%, 90% y 100% v/v). Los tejidos se clarificaron con acetato de N-butilo y se incluyeron en parafina (Biopack, CABA, Argentina). Las glándulas hipofisarias se cortaron en secciones de 4 μm usando un micrótomo giratorio (RM2125 RTS, Leica, Alemania). Cada sección se recolectó en portaobjetos cargados y luego se deshidrataron por calor (50ºC durante 10 minutos). Luego de la desparafinación y la rehidratación, se realizó la recuperación del antígeno incubando las secciones en buffer citrato (citrato de sodio 10 mM, Tween-20 0,05%, pH 6.3) durante 30 minutos a 100ºC. El tejido se permeabilizó con Tritón X-100 0,3% en PBS 1X. Después de tres lavados, los cortes se incubaron durante 1 h en solución de bloqueo (2% de suero de caballo normal). La inmunodetección se realizó utilizando los siguientes anticuerpos primarios: anti-F4/80 (1:1000, Santa Cruz Biotechnology, EE.UU.) o anti-IBA-1 (1:500, Wako Laboratory, EE.UU.) y anticuerpos secundarios conjugados con fluoróforo (Jackson Immuno Research, EE.UU.). Los núcleos se tiñeron con DAPI y los cortes se montaron con medios para fluorescencia (Vectashield, Vector Laboratories, EE.UU.), y las imágenes se adquirieron en un microscopio de fluorescencia (BX-50 Olympus, EE. UU.) a través de una cámara digital incorporada (3CCD, Sony, EE.UU.). El procesamiento se realizó con el software Image J (NIH, Bethesda, MD, EE.UU.). El número de células positivas para Iba1 se contó en un área de 500 x 500 píxeles (12 imágenes por tratamiento).

Ensayos de PCR en tiempo real (qRT-PCR)

La transcripción inversa se realizó con la enzima MMLV (Life Technologies, Argentina) como se describió anteriormente⁴⁷. Las amplificaciones por PCR en tiempo real se efectuaron en un termociclador Rotor-Gene Corbett Life Science (Corbett Research, Sidney, NSW, Australia) y para la cuantificación se utilizó el software Rotor Gene 6000 Series (versión 1.7 Build 40, Hilden, Alemania). Las secuencias de los primeros utilizados en este estudio se muestran en la Tabla 1. Los niveles de expresión génica se normalizaron con Actb (actina) como control interno con el método de cuantificación relativa de ΔΔCt⁴⁸.

Análisis por inmunoblot

Las muestras de tejido se sometieron a SDS-PAGE y transferencia a membranas de PVDF con el sistema Trans-Blot Semi-Dry (Bio-Rad Laboratories Inc., EE.UU.). Las membranas se trataron como se describió anteriormente¹³. Para los inmunoblots de POMC/ACTH las muestras se analizaron por electroforesis en geles de poliacrilamida con SDS con algunas modificaciones al protocolo estándar. Brevemente se utilizaron geles separadores de acrilamida/bisacrilamida al 16% preparados en Tris- HCl 1M pH 8.45, SDS 0,3%, glicerina 10% y los buffers de corrida fueron para el buffer del ánodo: Tris-HCl 100 mM pH 8.9 y para el del cátodo Tris-Tricina 100 mM, SDS 0,1% pH 8.25. Las proteínas se transfirieron a membranas de PVDF a 15V, overnight, en tris-acetato 300 mM pH 8.6. Para el revelado del inmunoblot se utilizó el anticuerpo monoclonal de ratón contra ACTH (Santa Cruz Biotechnology Cat. Nº sc-52980, RRID: AB_831670).

Luego de la incubación con un segundo anticuerpo adecuado (IgG de caballo, anti-ratón conjugado con peroxidasa de rábano picante (Cell Signaling Technology, EE.UU., Cat Nº 7076, RRID: AB_330924), las membranas se revelaron con el reactivo de ECL (GE, EE.UU.), la quimioluminiscencia se detectó con el sistema Image Quant Imaging (GE Healthcare, Pittsburgh, EE.UU.) y la cuantificación se realizó con el software Image J (NIH, Bethesda, MD, EE.UU.).

Análisis estadístico

Todos los valores se expresaron como media±SEM de n determinaciones experimentales. Las diferencias entre los grupos se analizaron mediante la prueba t de Student no pareada de dos colas o por ANOVA de una vía, según correspondiera. Cuando el ANOVA arrojó diferencias significativas (p<0,05), se efectuaron comparaciones post hoc (prueba de Tukey o de Dunnett) para determinar la diferencia estadística entre los grupos. Para todos los cálculos se usó GraphPad InStat versión 3.06 para Windows (GraphPad Software, San Diego, CA).

Tabla 1
Niveles de melatonina circulante en animales sin y con tratamiento con melatonina.

Los datos se expresan como media±SEM, n=4; *p<0,05 y **p<0,01 vs control sin tratamiento por ANOVA seguido del test de Dunnett.

RESULTADOS

El consumo de DRS durante tres semanas indujo incrementos significativos en los parámetros metabólicos, como glucemia y trigliceridemia, determinados luego de 6 h de ayuno (GLU, C: 93,3±1,9 vs DRS: 102,3±1,9, p<0,05; TAG, C: 75,5±4,4 vs. DRS: 101,0±8,8, p<0,001). En esta etapa del tratamiento no se observaron diferencias significativas en el peso corporal (C: 304,0±10,5 vs DRS: 331,7±7,9, p=0,27) o en la sensibilidad a la insulina entre ambos grupos de animales (KITT C: 3,33±0,34 vs. DRS: 3,32±0,30, p=0,98).

Los animales tratados con DRS también presentaron mayores niveles circulantes de ACTH y corticosterona que los correspondientes controles (Figura 1A). Estos resultados sugieren que el consumo de DRS induce cambios en la actividad del eje HHA que son previos a los cambios en la sensibilidad a la insulina. En concordancia, en la adenohipófisis de estos animales se determinó un incremento en los niveles de ARNm del polipéptido precursor POMC y del peptido ACTH (Figura 1B y C).

Con el fin de analizar los procesos involucrados en los cambios hormonales observados, se evaluó el efecto de la dieta sobre la generación de estrés oxidativo/nitrosativo e inflamación en la adenohipófisis. Nuestros resultados indicaron un aumento significativo en los niveles de lipoperóxidos (medidos como sustancias reactivas al ácido tiobarbitúrico o TBARS, Figura 2A) y de proteínas modificadas con nitrotirosina (Figura 2B) en los animales del grupo DRS. Con respecto a las enzimas antioxidantes, detectamos una mayor actividad de catalasa (Figura 2C) y una mayor expresión de hemoxigenasa-1 (HO-1) (Figura 2D) en las adenohipófisis de estos animales. Asimismo observamosun número significativamente mayor de células positivas para el marcador de macrófagos (F4/80+) y para el de células derivadas de monocitos (IBA-1+) (Figura 3D), y un aumento en los niveles de la proteína de F4/80 (Figura 2F) en la adenohipófisis de los animales del grupo DRS.

En conjunto, nuestros resultados sugirieron que la alimentación con DRS durante tres semanas indujo estrés oxidativo/nitrosativo e inflamación, en paralelo con un aumento significativo en los niveles de POMC y ACTH en el tejido adenohipofisario. Analizamos, entonces, el efecto del tratamiento antioxidante administrado desde el inicio de la modificación dietaria sobre los parámetros mencionados anteriormente.

Ninguno de los antioxidantes utilizados tuvo efecto sobre el peso corporal ni sobre los niveles séricos de TAG o glucosa en los grupos estudiados (datos no mostrados). Los resultados indicaron que la melatonina, pero no el ácido lipoico, impidió eficazmente la generación de peróxidos lipídicos en el tejido adenohipofisario (Figura 3A). Ambos antioxidantes previnieron, en cambio, el incremento de la actividad de catalasa (Figura 3B) y la expresión de hemoxigenasa-1 (Figura 3C), y también evitaron el aumento de la inmunorreactividad para IBA-1 (Figura 3D) en las glándulas pituitarias de las ratas tratadas con DRS. Los tratamientos antioxidantes previnieron, asimismo, el incremento en los niveles de expresión de TNF-α o de IL-1β.

Finalmente evaluamos el efecto de los antioxidantes sobre la actividad del eje HHA. El tratamiento con melatonina previno la hiperactivación de los corticotropos hipofisarios en ratas tratadas con DRS, como lo demuestran la expresión hipofisaria del péptido ACTH (Figura 4A), y los niveles circulantes de ACTH (Figura 4B) y corticosterona (Figura 4C) en el grupo DRS+MEL. El ácido lipoico per se tuvo un importante efecto estimulatorio sobre la producción de ACTH hipofisaria (y también sobre la corticosteronemia) y no previno el incremento en ambos parámetros en los animales del grupo DRS (Figuras 4B y C). Estos resultados sugieren la posible utilización de melatonina en la prevención de las alteraciones tempranas en la actividad del eje HHA inducidas por dietas ricas en sacarosa.

Figura 1
Activación del eje HHA por la administración de una DRS durante tres semanas.

Se analizaron los niveles circulantes de ACTH y corticosterona por un inmunoensayo quimioluminiscente y por RIA respectivamente (A). Los niveles de ARNm de POMC se determinaron por RT-qPCR (B). Los datos se muestran como media±SEM, n=12 animales por grupo, *p<0,05 y **p<0,01 vs control por test t de Student. C) Se muestra un inmunoblot representativo de la expresión de ACTH en la adenohipófisis y el análisis densitométrico correspondiente a cuatro experimentos independientes. Los datos se muestran como media±SEM, n=4 animales por grupo, **p<0,01 vs control por test t de Student.

Figura 2
Estrés oxidativo e inflamación en la adenohipófisis de animales tratados con DRS durante tres semanas.

A) Niveles de lipoperóxidos determinados como TBARS. Los datos se muestran como media±SEM, n=12, *p<0,05 vs C por el test t de Student. En B) se muestra un inmunoblot representativo de los niveles de proteínas modificadas en nitro-tirosina. C) Actividad de catalasa expresada como media±SEM, n=6 *p<0,05 vs C por el test t de Student. En D) se muestra un inmunoblot representativo con los niveles de expresión de HO-1. E) Evaluación inmunohistoquímica de señal positiva para el marcador de células derivadas de monocitos, F4/80 (flechas blancas). Los núcleos se tiñeron con DAPI (gris oscuro). Barra de escala: 75 micrones. F) Inmunoblot representativo de los niveles de F4/80 en la adenohipófisis.

Figura 3
El tratamiento antioxidante previene cambios en los parámetros de estrés oxidativo e inflamación en la adenohipófisis de ratas tratadas con DRS durante tres semanas.

A) Niveles de lipoperóxidos evaluados como TBARS. B) Actividad de catalasa. Los datos (A y B) se muestran como media±SEM, n=10, *p<0,05 vs control por ANOVA seguido del test de Tukey. C) Se muestra un inmunoblot representativo de la expresión de HO-1. D) Evaluación inmunohistoquímica de señal positiva para el marcador de células derivadas de monocitos, Iba-1(flechas blancas). Los núcleos se tiñeron con DAPI (gris oscuro). Barra de escala: 75 micrones. E) Niveles de ARNm de IL1-β y de TNF-α normalizados con los de β-actina se determinaron por RT-qPCR. Lo valores se indican como media±SEM, n=4, *p<0,05, ***p< 0,001 vs control, y ###p<0,001 vs DRS, por ANOVA y test de Tukey.

Figura 4
Efectos de la terapia antioxidante sobre la actividad del eje HHA.

A) Inmunoblot representativo de la expresión hipofisaria de ACTH en animales tratados con DRS, AL y Mel, y la densitometría correspondiente a tres experimentos independientes. Los valores se indican como media±SEM, n=3, *p<0,05, ***p<0,001 vs control, y ###p<0,001 vs DRS, por ANOVA y test de Tukey. B) Concentración plasmática de ACTH determinada por un inmunoensayo quimioluminiscente. C) Niveles séricos de corticosterona evaluados por RIA. Los datos se muestran como media±SEM, n=6, *p<0,05, **p<0,01, ***p<0,001 vs control y ##p<0,01, ###p<0,001 vs DRS, por ANOVA seguido de test de Tukey.

DISCUSIÓN Y CONCLUSIONES

Los resultados de este estudio demuestran la hiperactivación temprana del eje HHA en animales alimentados con DRS, que se evidencia por un aumento en los niveles circulantes de ACTH y corticosterona. Estos cambios se acompañaron de mayores niveles adenohipofisarios del precursor POMC y de ACTH, y por la aparición del estrés oxidativo e inflamación en el tejido. El tratamiento antioxidante evitó los cambios en los parámetros de estrés oxidativo e inflamación y, en particular, la administración de melatonina también normalizó la actividad del eje HHA.

Diversos estudios demostraron que una mayor disponibilidad de nutrientes incrementa la producción tisular de especies reactivas de oxígeno/nitrógeno (ROS/RNS) al sobrepasar la capacidad antioxidante del tejido y producir daño oxidativo^49-51.

Dado que en estos animales observamos mayores niveles circulantes de nutrientes, planteamos la hipótesis de que la disfunción hipofisaria observada se produce como consecuencia de la generación de estrés oxidativo a nivel hipofisario.

Diferentes investigaciones indicaron que la administración de melatonina o de ácido lipoico puede disminuir tanto la glucemia como los niveles séricos de colesterol y TAG^52-55. Sin embargo, en nuestro estudio ninguno de los antioxidantes utilizados durante todo el período experimental afectó estos parámetros bioquímicos. Esta discrepancia podría deberse a diferencias en las rutas de administración, las dosis y la duración del tratamiento.

Nuestros resultados muestran un aumento en los parámetros del daño oxidativo (niveles de lipoperóxidos y proteínas modificadas en nitro-tirosina), junto con la activación de la respuesta antioxidante (enzimas antioxidantes como catalasa y HO-1) en la glándula pituitaria de ratas tratadas con DRS. Ambos antioxidantes fueron eficaces en la prevención de los cambios en los parámetros del estrés oxidativo.

Por otra parte, el estrés oxidativo se asoció con la generación de un estado inflamatorio de bajo grado en el hígado y tejido adiposo (para una revisión, véase^56,57). También se relacionó el aumento en el número de macrófagos del tejido adiposo con su expansión e inflamación, y con la aparición de IR y DM2. Sin embargo, la activación de macrófagos tisulares no se restringe al tejido adiposo, ya que también se ha demostrado en hígado, músculo esquelético e islotes pancreáticos⁵⁸.

En particular, los resultados obtenidos en animales a los que se administró DRS durante tres semanas indican un aumento en el número de macrófagos hipofisarios y un incremento en los niveles de expresión de citoquinas inflamatorias, como TNF-α e IL1-β. Los macrófagos pueden producir reacciones inflamatorias no infecciosas a través del reconocimiento de patrones moleculares asociados al peligro (Danger Associated Molecular Patterns o DAMPs) liberados en una lesión celular. La unión de estos DAMP a receptores de reconocimiento de patrones activa diferentes vías intracelulares. Entre ellos, la vía del inflamasoma NLP3 que conduce a la producción de IL-1β e IL-18^59-61. Aunque se han detectado macrófagos tipo M1 y M2 en la hipófisis anterior de ratas controles⁶², el aumento en la producción de Il-1β en estos animales sugiere una polarización a favor de macrófagos proinflamatorios.

El tratamiento con melatonina no sólo previno el aumento en el número de macrófagos, sino que también bloqueó la inducción de IL-1β. En ese sentido estudios previos demostraron que la melatonina favorece el fenotipo antiinflamatorio M2 sobre M1 en células de Kupffer de hígado, macrófagos peritoneales y esplenocitos de ratones estresados⁶³.

En cuanto a los efectos antiinflamatorios del ácido lipoico, también observamos una disminución en el número de macrófagos en la adenohipófisis que se asoció a una menor producción de TNF-α. Estos resultados son similares a los obtenidos en tejido adiposo de ratones obesos⁶⁴ y en células mesangiales de riñón⁶⁵.

Nuestra hipótesis sobre la participación de procesos oxidativos/inflamatorios en el desarrollo de la disfunción pituitaria parece ser consistente con la prevención inducida por la melatonina del aumento de los niveles hipofisarios y sistémicos de ACTH y corticosterona en ratas tratadas con DRS⁶⁶. En ese sentido, estudios previos demostraron que la administración de melatonina (durante cinco días) redujo significativamente la secreción de corticosterona, atenuó la respuesta adrenocortical al estrés y aumentó la sensibilidad del eje HHA a la supresión por glucocorticoides^67,68. Resultados similares se obtuvieron en ratones con estrés crónico leve⁶⁹ y en ratas diabéticas (estreptozotocina o STZ) tratadas con lipopolisacárido (LPS)⁷⁰. Más recientemente, Zhou et al. demostraron que la melatonina también disminuye los niveles de corticosterona en orina, en ratas alimentadas con dietas de alto contenido de grasa bajo estrés crónico o en ratas diabéticas^71,72.

La estimulación de la producción de ACTH hipofisaria (y de la corticosteronemia), por el ácido lipoico per se podría explicarse por un efecto directo del ácido lipoico sobre los corticotropos, como se demostró en la línea celular de ratón AtT20 estimulada con el ribonucleótido de 5-aminoimidazol-4-carboxamida (AICAR)⁷³ o adiponectina⁷⁴.

En resumen, nuestros resultados sugieren que la carga metabólica impuesta a la adenohipófisis por la administración de una dieta rica en sacarosa genera estrés oxidativo e inflamación en el tejido. Los DAMPs generados como consecuencia de los efectos nocivos del estrés oxidativo/nitrosativo sobre componentes celulares, atraen y estimulan macrófagos para producir citoquinas, que a su vez impactan en la producción de POMC por los corticotropos. Evidencias en favor de este mecanismo se obtuvieron recientemente en nuestro laboratorio⁶⁶. No puede descartarse que la melatonina también bloquee la inhibición por ROS del efecto de los glucocorticoides sobre la producción de POMC, según lo descrito por Asaba et al.⁷⁵.

Al prevenir la disfunción del eje HHA inducida por la dieta, la melatonina podría ser una opción terapéutica adecuada para atenuar los efectos metabólicos de la sobreproducción de glucocorticoides. Si bien en nuestras condiciones experimentales el tratamiento con melatonina no afectó la glucemia, la trigliceridemia o el peso corporal de los animales, se estudiaron efectos inhibitorios de la melatonina sobre la liberación de insulina en poblaciones de ratones con mutaciones específicas en el receptor MTNR1B de melatonina en islotes pancreáticos⁷⁶. El uso efectivo de esta molécula en pacientes que presenten una disfunción del eje HHA deberá, por lo tanto, evaluarse clínicamente con estudios adicionales (que incluyen determinar la presencia o ausencia de polimorfismos específicos) sobre sus efectos metabólicos en cada paciente.

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Notas de autor

Paraguay 2155 5° (C1121ABG), Ciudad Autónoma de Buenos Aires, Argentina

Información adicional

Conflictos de interés: Los autores declaran que no existe conflicto de interés.