INTRODUCCIÓN

Se han registrado floraciones algales nocivas (FAN) de dinoflagelados epífitos- bentónicos en todos los océanos, especialmente en aguas tropicales y subtropicales asociadas a la presencia de especies correspondientes a los géneros Gambierdiscus, Ostreopsis, Prorocentrum, Coolia y Amphidinium (Aligizaki & Nikolaidis, 2006; Alikasi & Nikolaidis, 2008; David et al., 2018; Faust, 1991; Fukuyo, 1981; Fukuyo, 1995; Karafas et al., 2015; Laza-Martinez et al., 2011; Lewis et al., 2018; Mangialajo et al., 2011; Nagahama et al, 2011;Penna et al., 2005;Tawong et al., 2014). Algunas especies de Prorocentrum, que son asociadas a la síntesis de ácido okadaico (AO) y sus Dinophysistoxinas derivadas (DTXs) (Koike et al., 1998; Foden et al., 2005; Murakami et al., 1982 ; Nascimento et al., 2005; Paz et al., 2006), a menudo constituyen una parte importante de esta comunidad de microalgas (Carlson & Tindall, 1985).

Los programas de vigilancia para el registro de estos dinoflagelados epibentónicos tóxicos son altamente complejos y requieren un procedimiento de obtención de muestras diferente al de los organismos planctónicos causantes de las FAN (Berdalet et al., 2016; GEOHAB, 2012; . El método más utilizado consiste en la recolección de sustratos naturales, para luego separar y cuantificar la comunidad epibentónica presente (Litaker et al., 2010) obteniendo un gran número de muestras (Lobel et al., 1988), lo que dificulta su análisis (Tester et al., 2014).

Los dinoflagelados bentónicos pueden variar en composición y abundancia de células, lo cual depende de variables ambientales como la temperatura, salinidad, luz y nutrientes (Arbeláez et al., 2020 ; Bomber et al.,1988; Carlson & Tindall, 1985; Chinain et al., 1999;Hales et al., 1999; Kibler et al., 2015; Lartigue et al., 2009; Okolodrov et al., 2014; Pearce et al., 2001). Además su ocurrencia y abundancia depende de los sustratos, que pueden estar constituidos por diferentes especies de macroalgas, pastos marinos y corales (Fukuyo, 1981; Irola-Sansores et al., 2018; Lobel et al., 1988; Nakahara et al., 1996;Parsons & Preskitt, 2007;Parsons et al., 2011).

Actualmente, existe poco conocimiento sobre la relación de los dinoflagelados epífitos y los productos extracelulares liberados o exudados por las macroalgas, que pueden incrementar o inhibir su crecimiento (Bomber et al., 1989; Carlson et al., 1984;Rains & Parsons, 2015). Estos compuestos serían utilizados por los dinoflagelados en estrategias nutricionales como la mixotrofía y la heterotrofia, adquiriéndolos no sólo de las aguas circundantes, sino también de los sedimentos o de las superficies sobre las que viven (Litaker et al., 2010).

Algunas especies de dinoflagelados, como P. lima (Ehrenberg) F. Stein 1878, son especies epibentónicas que se extienden a aguas templadas no subtropicales (Lassus et al., 2016), tal aguas costeras del centro norte de Chile (Uribe et al., 2018). Durante las últimas décadas, esta especie han sido ampliamente estudiada por su capacidad para producir toxinas diarreicas, incluidas AO, DTX y otros análogos (Marr et al., 1992; Torgensen et al., 2008;Uchida et al., 2014; Lee et al., 2015; Hu et al., 2017; Yang et al., 2017;Wu et al., 2020), aunque la toxicidad de algunos aún es incierta (Hu et al., 2010).

Hasta la fecha, el cultivo masivo de P. lima se ha explorado con poco éxito con el uso de medios de cultivo inorgánicos (Bravo et al., 2001; Foden et al., 2005; Heredia-Tapia, 2005; Hou et al., 2015; Nascimento et al., 2016; Nascimento et al., 2005; Praptiwi, 2014;Vale et al., 2009; Vanucci et al., 2010; Varkitzi et al., 2010; Varkitzi et al., 2017;

Gu et al., 2019; Tarazona, 2019; Wang et al., 2015; Wu et al., 2020), enfocado principalmente al estudio de metabolitos tóxicos en laboratorio (Hu et al., 1992; Murakami et al., 1982). Además, se han utilizado dos sistemas para la producción de biomasa de P. lima, el cultivo semicontinuo (Varkitzi et al., 2017) y los fotobiorreactores (Wang et al., 2015), ambos casos están restringidos a condiciones autotróficas.

En el norte de Chile, se registra por primera vez un pequeño florecimiento de P. lima en Bahía Calderilla, que es una bahía semicerrada de aguas poco profundas, ubicada aproximadamente 5 km al norte de Bahía Inglesa, donde el cultivo industrial de vieiras (Argopecten purpuratus) mediante acuicultura, se lleva a cabo. Durante este florecimiento se encontraron células distribuidas en la columna de agua, arena, rocas y macroalgas (C. fragile, A. chilensis y Ulva spp.) del entorno (Uribe et al., 2018). Con

P. lima se brinda la oportunidad de realizar un estudio para entender la interacción residente-huésped. Por lo tanto, se utilizan sustratos vivos (macroalgas) dentro de un sistema de cultivo de mesocosmos en un ambiente controlado y natural, con el propósito de conocer si los sustratos brindan estimulación o inhibición al crecimiento de P. lima.

MATERIALES Y MÉTODOS

Colecta, aislamiento y cultivo de cepas de P. lima

Las muestras biológicas fueron recolectadas en diciembre de 2017 en el sector costero de Bahía Calderilla, Región de Atacama, Chile (27º5’16.25” S y 70º51’21.07” O). Estas muestras tomadas entre 0.2 a

0.4 m de profundidad estuvieron conformadas por las macroalgas dominantes

Agarophyton chilensis, Ulva spp. y Codium fragile.

De cada una de ellas se tomaron seis muestras de 300 g, las cuales se pusieron en una bolsa plástica con 500 mL de agua de mar. Posteriormente, se almacenaron en una caja térmica y se trasladaron al Laboratorio de Producción Primaria y Fitoplancton de la Universidad Católica del Norte para su análisis.

En el laboratorio, las muestras fueron agitadas vigorosamente para desprender los epifitos. Posteriormente, el agua fue filtrada utilizando un filtro de 20 µm, para concentrar las microalgas y retener el perifiton. Cada célula microalgal fue observada utilizando un microscopio fotónico invertido Olympus CKX41 en búsqueda del dinoflagelado P. lima.

Una vez identificado y con el propósito de establecer cultivos clonales, células de P. lima fueron aisladas utilizando la técnica de micropipeteo y lavado consecutivo (Stein, 1973).

Los cultivos fueron desarrollados en placas de cultivo celular estériles de 24 pocillos, por lo que cada célula aislada fue depositada individualmente en un pocillo de 2 mL con 1 mL de medio de cultivo L1 sin silicato (L1-Si) (Guillard & Hargraves, 1993). Cada placa de cultivo se incubó en ambiente controlado a una temperatura de 20 °C, bajo una irradiación de 80 µmol de fotones m-2s-1 y con un fotoperiodo de 12 h: 12 h (luz/oscuridad).

Luego de 60 días, cuando el cultivo alcanzó una densidad aproximada de 1 000 células mL-1 se inoculó por triplicado 30 mL en matraces de vidrio de 250 mL con 100 mL del medio (L1-Si) con densidades celulares entre 500 y 1 000 células mL-1, y se cultivaron en ambiente controlado con las condiciones previamente señaladas, luego se determinó el crecimiento poblacional de los cultivos registrando las densidades celulares cada tres días con una cámara de recuento celular Sedgwick-Rafter y expresando los resultados en células mL-1, siguiendo la metodología establecida por LeGresley & McDermott, 2010.

También de cada cultivo se estimaron las tasas de crecimiento diario experimentales (día-1), según el protocolo señalado por Levasseur et al., (1993).

Adicionalmente, con los valores de las densidades celulares experimentales se estimaron las tasas de crecimiento máximas y las concentraciones celulares máximas, mediante un modelo matemático de crecimiento exponencial con saturación, a partir de la observación inicial (día 0), para estandarizar las tasas de crecimiento y las respectivas curvas de crecimiento de la cepa.

El modelado numérico de los datos de crecimiento se realizó con el método de mínimos cuadrados no lineales del macro "Solver" de la hoja de cálculo de Microsoft Excel y el error asociado a las estimaciones de los parámetros (como intervalos de confianza) se calculó y evaluó mediante la prueba t de Student y se determinó la curva de crecimiento.

Preparación de mesocosmos marino

Se prepararon dos estanques cilíndricos de fibra de vidrio transparente con capacidad de 500 L. El estanque Nº 1 para realizar un cultivo mesocosmos en ambiente natural y el Nº 2 para un cultivo en ambiente controlado.

A ambos estanques, se les agregó arena limpia de playa, cuatro rocas pequeñas, lisas, planas y limpias de la zona intermareal. Además, se agregaron 400 gramos de cada macroalga (A. chilensis, Ulva spp. y C. fragile), ancladas en la arena. Finalmente, se agregaron 100 L de agua de mar microfiltrada (1 µm) sin nutrientes y se les suministró aire a través de mangueras transparentes y piedras difusoras.

Posteriormente, cada estanque fue inoculado con dos litros de cultivo de la cepa de P. lima, alcanzando una densidad de 880 células mL-1 para el estanque Nº 1 y 651 células mL-1 para el estanque Nº 2. El estanque Nº 1 fue ubicado en un patio de luz exterior con un fotoperiodo estival, donde la irradiancia (µmol fotones m-2s-1) fue registrada cada hora durante 19 días, con un sensor LiCor Li200X y la temperatura del agua (ºC), diariamente y cada dos horas durante el día, con un termómetro electrónico Checktemp 1 Hanna. El estanque Nº 2 se ubicó en un laboratorio de ambiente controlado a 16 ºC, con un fotoperiodo de 12 h: 12 h (luz/oscuridad) y con una intensidad de irradiación (Io) de 80 µmol fotones m-2s-1, para los 19 días.

En ambos estanques, cada tres días se recolectaron muestras de 20 g de las tres macroalgas por triplicado. Estas muestras fueron colocadas en bolsas plásticas con 100 mL de agua de mar microfiltrada (0.45 µm) y se agitaron vigorosamente durante tres minutos para separar las células de P. lima de la superficie de las algas. Este procedimiento se repitió tres veces con el propósito de asegurar el completo desprendimiento de las células. Posteriormente, se determinó la densidad celular usando una cámara de recuento Sedgwick-Rafter. Para expresar la cantidad de células g-1 respecto al peso húmedo (Pm) de cada macroalga, se usó el procedimiento descrito por Reguera et al., (2011).

Los valores obtenidos fueron empleados para generar las curvas de crecimiento en el programa Excel, comparando las densidades celulares obtenidas sobre las tres especies macroalgales. Los resultados experimentales se analizaron estadísticamente con un análisis de varianza unidireccional ANOVA y realizando la prueba post-hoc de Fisher, para evaluar la variabilidad del máximo número de células de P. lima en ambos mesocosmos y entre las mismas macroalgas en los dos estanques. Todos los análisis se desarrollaron utilizando el programa estadístico Statistic 7 (V.7).

RESULTADOS

Colecta, aislamiento y cultivo de cepas de P. lima

De las tres especies de macroalgas muestreadas, sólo en C. fragile se encontraron

células del dinoflagelado P. lima. Al cultivarla, esta cepa creció rápidamente, alcanzando la densidad celular máxima experimental de 20 317 ± 1 377 células mL-1 el día 24, mientras que la densidad celular máxima teórica fue de 19 422 ± 382 células mL-1 (R2 > 0.9723). Posteriormente la densidad empezó a disminuir, llegando a los valores (18 117 ± 2 153 células mL-1) el día 39 (Figura 1).

Figura 1.
Crecimiento experimental (línea con marcadores) y su ajuste de crecimiento teórico (marcadores) de la cepa D008-2 de Prorocentrum lima en 100 mL de L1-Si

Esta cepa obtuvo una tasa de duplicación experimental de 0.2115 ± 0.2975 día-1 hasta los 15 días de cultivo. Además, su tasa de crecimiento máxima teórica fue de 0.1544 ± 0.0253 día-1.

Mesocosmos marino

El mesocosmos en el patio de luz exterior (ambiente estival) recibió una irradiancia de entre 31 - 420 µmol fotones m-2 s-1 a las 7:00 horas, alcanzando la irradiación más alta a las 14:00 horas con 1 508 – 3 638 µmol fotones m-2s-1, mientras que a las 19:00 horas se obtuvo entre 27 y 741 µmol de fotones m-2 s-1 (Figura 2), observándose mayor estabilidad en la irradiación después de las 16:00 horas.

Figura 2.
Irradiación promedio diaria en el estanque correspondiente al mesocosmos de verano (febrero a marzo de 2019)

El registro de la temperatura del agua del estanque en los 19 días del estudio presentó durante el día una temperatura promedio diaria de 21.9 ± 1.4 °C, estabilizándose entre las 13 y 17 horas con variaciones promedio entre 23.0 y 23.3 °C (Figura 3.). Esta temperatura estuvo por debajo de 21.3 ± 2.0 °C en las noches y luego del amanecer volvía a aumentar. El máximo promedio obtenido fue de 23.5 ± 0.7 °C, mientras que el mínimo fue de 19.8 ± 1.3 °C.

Figura 3.
Temperatura promedio diaria del agua en el estanque mesocosmos en condiciones naturales, durante febrero y marzo de 2019

En este estanque con ambiente estival la mayor densidad celular de P. lima correspondiente a 30 267 ± 2 203 células g-1 Pm (peso húmedo) se registró el día 16 sobre A. chilensis. Las máximas densidades sobre A. chilensis durante el estudio fueron significativamente mayores a las de las otras dos macroalgas (p < 0.05). Sobre C. fragile la máxima densidad celular correspondiente a 17 700 ± 2 100 células g-1 Pm fue registrada a los 13 días, mientras que en Ulva spp., fue de 15 733 ± 7 943 células g-1 Pm en el mismo periodo de tiempo (Figura 4; Tabla 1). A partir de los 13 días empezaron a disminuir las densidades celulares sobre Ulva spp. y C. fragile, mientras que sobre A. chilensis ocurrió desde el día 16. Sobre todas las macroalgas hubo un perfil de epifitación errático durante todas las curvas, pero en Ulva spp. y C. fragile se observó de manera más pronunciada al final de sus curvas de crecimiento.

Figura 4.
Densidades celulares de P. lima epifitando a A. chilensis, C. fragile y Ulva spp., dentro del mesocosmos en ambiente natural. Las letras diferentes indican diferencias entre las máximas densidades sobre las otras macroalgas (p < 0,05).

Tabla 1.

Máximas densidades celulares de P. lima [células g-1 Pm (peso húmedo)] epifitando a A. chilensis, C. fragile y Ulva spp., dentro del mesocosmos bajo condiciones naturales (temporada estival) y condicionales controladas de laboratorio. Las letras diferentes indican diferencias entre las máximas densidades celulares sobre las otras macroalgas (p < 0,05)

En el mesocosmos en ambiente controlado, el día 13 se registró una alta densidad celular de P. lima correspondiente a 80 053 ± 6 617 células g-1 Pm epifitando a A. chilensis. En Ulva spp. se cuantificaron 26 760 ± 1 224 células g-1 Pm en el día 9, mientras que en C. fragile se registraron 9 165 ± 665 células g-1 Pm también el día 13 del estudio. Las densidades celulares empezaron a disminuir desde el día 13 sobre todos los sustratos macroalgales. Después del tercer día de la prueba, C fragile tuvo un perfil de epifitación muy errático en su curva de crecimiento.

Los datos estadísticos mostraron diferencias significativas (p < 0.05), entre las máximas densidades sobre las tres macroalgas durante el estudio (Figura 5; Tabla 1), obteniendo A. chilensis la mayor epifitación de P. lima, y C. fragile, la menor.

Figura 5.
Densidades celulares de P. lima epifitando a A. chilensis, C. fragile y Ulva spp., dentro del mesocosmos bajo condiciones controladas de laboratorio. Las letras diferentes indican diferencias entre las máximas densidades celulares sobre las otras macroalgas (p < 0,05)

Las máximas densidades celulares de P. lima obtenidas sobre C. fragile durante todo el estudio presentaron diferencias (p < 0.05) entre sí, entre ambos mesocosmos, obteniéndose las mayores densidades celulares en el estanque en ambiente estival. De igual forma ocurrió entre las máximas densidades celulares obtenidas sobre A. chilensis, aunque las mayores densidades celulares se obtuvieron en el estanque en ambiente controlado. Sobre Ulva spp. también se obtuvo diferencias (p < 0.05) entre las mayores densidades celulares entre ambos estanques, pero en el estanque en ambiente controlado se reportó mayor densidad (Tabla 1).

DISCUSIÓN

Colecta, aislamiento y cultivo de cepas de P. lima

En diciembre de 2017, durante una floración detectada en el sector costero de Bahía Calderilla, en el Norte de Chile, se encontró la cepa D008-2 de P. lima epifitando a la macroalga C. fragile. Este evento fue similar al reportado por Uribe et al., (2018) en

ese mismo lugar, quienes en febrero de 2016 encontraron a P. lima sobre la superficie de diferentes macroalgas como C. fragile, A. chilensis y Ulva spp. Estos resultados señalan la selectividad de este dinoflagelado sobre varios sustratos macroalgales, y aunque en el presente estudio se encontró sólo sobre C. fragile, estas células pueden ser halladas en otras macroalgas que sean similares en su preferencia (Tester et al., 2014).

La capacidad de P. lima de crecer sobre estos sustratos vivos ha sido descrita por Parsons & Preskitt, (2007);Tester et al., (2014); Nishimura et al., (2020), asociados a macroalgas como Ulva, Gracilaria, Enteromorpha flexuosa y Gelidium pusillum. Del mismo modo, otros dinoflagelados bentónicos pueden coexistir con macroalgas, como ha sido reportado por Bomber & Aikman, (1989), Faust, (1991) o Moreira-González et al., (2018), quienes señalan que diversos dinoflagelados como Amphidinium, Gambierdiscus, Coolia, Ostreopsis y Prorocentrum habitan comúnmente en macroalgas como Ulva, Heterosiphonia y Codium en diversos hábitats marinos costeros, aunque también puede habitar sobre sustratos inertes y/o epifitando moluscos bivalvos.

Los valores de las mayores densidades celulares de P. lima al ser cultivada (20 317 ± 1 377 células mL-1), fueron similares a los reportados por Wang et al., (2015) (16 000

– 25 000 células mL-1) y a los de Varkitzi et al., (2017) (20 690 células mL-1). No obstante, fueron superiores a los reportados por Bravo et al., (2001) (7 000 – 15 000 células mL-1) y a los de Aquino-Cruz et al, (2018) (600 – 11 500 células mL-1) en similares condiciones de cultivo, lo cual demuestra que este dinoflagelado suele desarrollar variabilidades en su crecimiento (Bravo et al., 2001). Por otra parte, la extensa fase estacionaria de 24 días obtenida, es señalada como muy característica de esta especie bentónica, ya que Nascimento et al., (2005) registraron un tiempo similar de 20 días, con una fase exponencial de 25 días y una densidad celular máxima de

48.300 células mL-1.

Mesocosmos marino

En el mesocosmos en ambiente natural, que registró altas variaciones en las irradiaciones (0 a 3 000 µmol fotones m-2s-1) y temperatura del agua (18.3 a 25.0ºC), obtuvo un crecimiento limitado de P. lima en las tres macroalgas (A. chilensis, Ulva spp y C. fragile), no superando las 31 000 células g-1 Pm. En cambio, en el estanque con ambiente controlado la irradiación (80 µmol fotones m-2s-1) y la temperatura (16 ± 1 ºC), se mantuvieron constantes durante todo el estudio, permitiendo un mayor epifitismo de 26 760 y 80 053 células g-1 Pm sobre Ulva spp. y A. chilensis, respectivamente.

La estabilidad ambiental en el estanque con condiciones controladas fue favorable para el crecimiento de esta especie epífita. El desarrollo de esta especie de dinoflagelado en similares condiciones ha sido reportado por David et al., (2018), quienes al cultivar en matraces con 50 mL de f/2 a irradiaciones de 80 y 100 µmol fotones m-2s-1, lograron una alta tasa de crecimiento (0.23 día-1) en su cepa de P. lima. La alta irradiación que recibe el cultivo en mesocosmos en ambiente natural a medio día, pudo fotoinhibir el aparato fotosintético de estas células, reduciendo las densidades celulares de P. lima, al no estar aclimatadas a la alta irradiación (David et al., 2018; López-Rosales et al., 2013; Praptiwi, 2014).

Por otra parte, P. lima logró desarrollarse entre los 16 a 25 ºC de temperatura, sugiriendo una amplia tolerancia térmica de este dinoflagelado. En efecto, estas cepas en condiciones naturales han sido reportadas en áreas tropicales y subtropicales con temperaturas entre 19 y 33 ºC (Aligizaki et al., 2009; Nagahama et al., 2011), 21 ºC en este estudio, e incluso en regiones templadas o frías creciendo con temperaturas entre 5 y 25 ºC (Morton et al., 1992). Estos resultados son también consistentes con las observaciones en laboratorio hechas por (Aquino-Cruz et al., 2018; López-Rosales et al., 2013;McLachlan et al., 1994; Varkitzi et al., 2017), quienes desarrollaron cultivos de esta especie y lograron crecimientos a temperaturas entre 20 y 30 ºC. Del mismo modo, (Aquino-Cruz et al., 2018; McLachlan et al., 1994), demostraron que P. lima puede ser cultivada a temperaturas más bajas (15 ºC), similar al cultivo desarrollado en ambiente controlado para la cepa (D008-2). Estos resultados indican que, para conseguir una alta densidad celular de esta especie, se debe cultivar bajo condiciones ambientales controladas, eligiendo las variables ambientales de acuerdo con el origen de la cepa a cultivar.

Sin embargo, también hay que considerar el sustrato para esta especie epifita, ya que el mesocosmos en ambiente natural, como en ambiente controlado presentó una preferencia al epifitismo sobre A. chilensis, seguido de Ulva spp. y finalmente en C. fragile.

En general, algunas investigaciones señalan que las relaciones simbióticas entre P. lima con macroalgas rodófitas en ambiente natural suelen ser comunes, reportando su interacción con Acanthophora spicifera (Morton & Faust, 1997), Gelidiella spp., Gelidiopsis variabilis, G. salicornia (Parsons & Preskitt, 2007), Gracilaria gracilis (Hachani et al., 2018), Amphiroa spp. (Irola-Sansores et al., 2018), Gracilariopsis spp. y Gracilaria spp. (Catuto-Magallan, 2019) y Laurencia spp. (Tarazona-Janampa et al., 2020), entre otras. Bravo et al., (2020) también reportaron la preferencia de

Prorocentrum spp. en diferentes macroalgas ramificadas como las rodofíceas Spyridea, Lophocladia y Asparagopsis, y en la feófita Halopteris, observándose que las arquitecturas filamentosas y enredadas de estos talos, tienen una influencia en la abundancia de estos dinoflagelados. En el presente estudio ocurrió de manera similar con la estructura filamentosa y ramificada de A. chilensis.

Las rodófitas como A. chilensis, se caracterizan por tener polisacáridos estructurales conformados por agarosa, galactosa o ácido pirúvico (Matsuhiro & Urzúa 1990; Chandia, 2020). En este contexto, es posible que P. lima en su condición de mixótrofo (Faust, 1998) tenga la capacidad de nutrirse de estos azúcares mediante una simple difusión, desdoblándolos a través de una rápida acción enzimática o utilizándolos como moléculas más pequeñas producidas por la acción enzimática bacteriana, incrementando su densidad celular.

El epifitismo de P. lima sobre A. chilensis tanto en ambiente natural, como controlado fue mayor que en Ulva spp. y C. fragile. Estas dos últimas macroalgas sintetizan polisacáridos altamente sulfatados que poseen un amplio espectro de actividad biológica, incluyendo la actividad antiproliferativa (Wang et al., 2014; Aumeerun et al., 2019) e inhibición de crecimiento, combatiendo a microalgas marinas como Rhodosorus magnei, Neorhodella cyanea y Prymnesium calathiferum (Águila- Ramírez et al., 2012), por lo que esta actividad biológica pudo influir en la proliferación de P. lima sobre Ulva spp. y C. fragile.

CONCLUSIONES

Del perifiton obtenido, P. lima fue aislado únicamente en C. fragile, aunque puede ser encontrado en otras macroalgas. Este dinoflagelado suele desarrollar amplia tolerancia a diferentes irradiaciones y temperaturas, facilitando su proliferación sobre diversos hábitats. Al cultivarse en los mesocosmos, tanto en ambiente natural como controlado, epifitó a todas las macroalgas, pero presentando una mayor afinidad con A. chilensis. Además, también logró crecer sobre todas las estructuras inertes presentes en ambos estanques. El crecimiento de este dinoflagelado en un sistema de cultivo sin adición de nutrientes podría indicar que se estaría alimentando de los componentes liberados por los sustratos macroalgales.

CONFLICTOS DE INTERÉS

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.

REFERENCIAS

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