INTRODUCCIÓN

La Familia Viperidae está representada por aproximadamente 347 géneros de los cuales en Panamá habitan 6 géneros, 15 especies (Uetz et al., 2018; Uetz et al., 2020). En las especies se han confirmado parásitos asociados que representan las formas de vida más comunes, que sirven como indicadores ecológicos y aportan información sobre relaciones filogenéticas con sus hospederos, diferentes estudios en iguanas, tortugas, caimanes y otros reptiles constituyen fuentes bibliográficas importantes para establecer registros sobre la fauna parasitaria frecuente en distintas especies y los efectos adversos de su presencia (Cruz-Reyes, 1993).

Estos parásitos incluyen protozoarios y helmintos (cestodos, trematodos, y nematodos) que se localizan en áreas del tracto digestivo y tejido sanguíneo; existen diversas formas parasitarias que pueden albergarse en los animales dependiendo de la afinidad del parásito con el hospedador, lo cual es imprescindible para que el parásito sobreviva y complete su ciclo biológico (Quiroz, 2005; Gállego, 2006; Negroni, 2009).

Las serpientes presentan parasitismo oligosintomático en su hábitat natural (Silva et al., 2001), no obstante, en ambientes estresantes están sometidas a efectos desfavorables sobre su estado inmunitario (Roca, 2012). Estudios coprológicos y sanguíneo han permitido determinar la presencia y frecuencia de parásitos que causan enfermedades; estos procedimientos permiten conocer el estado de salud del animal y constituyen herramientas utilizadas para el seguimiento higiénico-sanitario de poblaciones silvestres y cautivas (García, 2013).

En Panamá, hasta años recientes se tenía escasa información sobre la parasitosis en ofidios, por lo cual con esta investigación se busca contribuir en la determinación de parásitos gastrointestinales y sanguíneos utilizando 25 ejemplares de 4 géneros de vipéridos, provenientes de la concesión minera “Cobre Panamá”.

METODOLOGÍA

Obtención de muestras

Se colectaron 75 muestras de materia fecal y tejido sanguíneo de 25 ejemplares que incluyen las especies Bothrops asper, Bothriechis schlegelii, Lachesis stenophrys, y Porthidium nasutum, provenientes de la concesión minera “Cobre Panamá” (Figura 1).

Figura 1. Ubicación de sitios de captura de ejemplares viperidos en la concesión minera “Cobre Panamá”.

Esta concesión se encuentra 120 km al oeste de la Ciudad de Panamá, en el corregimiento de Coclé del Norte, a 20 km de la costa caribeña, en el Distrito de Donoso, Provincia de Colón. Su ubicación geográfica según el sistema UTM WGS 84, 17P es 538250 N 972300 O.

Colecta de material fecal

Las muestras de materia fecal fueron tomadas directamente de las cajas, previamente preparadas con papel periódico, cubierto con papel aluminio, sobre el cual quedaran las deposiciones sin contaminarse, colectamos las muestras fecales respetando un periodo de 4 horas posterior a la deposición, a través, de revisiones programadas de acuerdo con el cronograma de alimentación de los individuos, esto nos permitió trabajar muestras frescas. Las muestras fueron colocadas en envases de plástico estériles con tapa roscas (Coprotainer 25160, 60 ml), agregamos formalina al 7 % como agente preservante, y codificamos cada envase con el nombre correspondiente a cada especie previamente identificadas (Acero et al., 2004).

Análisis coprológico

Se utilizó el método de montaje directo por triplicado (Acero et al., 2004), revisamos las muestras utilizando un microscopio Leica OPTO-EDU A12.0907. Para la determinación de los protozoarios y helmintos utilizamos el Atlas de parasitología (López et al., 2006).

Para sedimentación de huevos, larvas y protozoos aplicamos la técnica de Bailenger y Sheather (Murcia, 2005).

Obtención de muestras y análisis sanguíneo

Para la extracción de muestras sanguíneas, se inmovilizo el ejemplar mediante la utilización de CO2 el tiempo de exposición se determinó tomando en cuenta el peso de cada ejemplar, se limpió la zona de la cloaca con etanol 70%, con una jeringa de 1 cc extrajimos las muestras de sangre de la vena caudal; las muestras sanguíneas fueron trasladadas en un capilar y se realizan extendidos sanguíneos directamente del mismo; obtuvimos 3 réplicas de cada muestra que fueron colocadas individualmente sobre portaobjetos y posteriormente se aplicó la tinción de Giemsa para su posterior análisis (Bush, 1978; Becerril, 2008). Los parásitos fueron identificados utilizando el Atlas de Hemoparásitos de Telfor Jr. (2009).

RESULTADOS

Analizamos muestras de 25 ejemplares (9 Bothriechis schlegelii, 7 Bothrops asper, 1 Lachesis stenophrys y 8 Porthidium nasutum). Observamos en total 16 géneros de parásitos, siendo Strongylus sp., el que presento mayor ocurrencia (Cuadro 1 y Figura 2).

Figura 2. Enteroparásitos reportados en 25 ejemplares de la familia Viperidae, proveniente de la concesión minera “Cobre Panamá”.

La mayor prevalencia parasitaria correspondió a Bothrops asper con 16 parásitos, y la menor con 4 parásitos corresponde a Lachesis stenophrys (Cuadro 1). Por coccidios, específicamente con Eimeria sp., resultaron positivos 18 individuos lo que refleja registro del 72% en la población (Cuadro 1; Figura 2; Figura 3-a). Se obtuvieron 3 individuos positivos por Balantidium coli, representando el 12% de parasitismo total (Cuadro 1; Figura 2; Figura 3-b). Para Kalicephalus sp. 4 individuos positivos, reflejando 16% del parasitismo total (Cuadro 1; Figura 2; Figura 3-c). Por huevos de Strongylus sp. 22 resultaron positivas, lo que representa 88% del parasitismo en la población (Cuadro 1; Figura 2; Figura 3-d). Con Hymenolepis nana, 13 individuos estaban parasitados, reflejando infestación del 52% en la población; Hymenolepis diminuta estuvo presente en 9 individuos positivo representando 36% de la población (Cuadro 1; Figura 2; Figura 3-e, 3-f).

Figura 3. Enteroparásitos reportados en el estudio: a. Eimeria sp., b. Balantidium coli, c. Kalicephalus sp., d. Huevo de Strongyloides sp., e. Hymenolepis diminuta, f. Hymenolepis nana.

DISCUSIÓN

Se identificaron 16 especies de endoparásitos, en 25 serpientes muestreadas, de los cuales el 12% de parasitismo es por Balantidium sp., siendo este el único organismo Ciliophora encontrado. Este estudio no coincide con los realizados por Chávez et al. (2015), quienes reportaron 62.9%, de Balantidium sp., en 15 serpientes, debido a su alta presencia en las zonas tropicales y subtropicales; alojándose en el intestino grueso de los animales que parasita, capaz de provocar zoonosis conocida como Balantidiosis (Liu, 2012).

El porcentaje por Sarcomastigophora es 56% e incluye Entamoeba coli, Entamoeba invadens, y Giardia sp., presentes en 14 ejemplares y siendo de estos Entamoeba invadens el de mayor prevalencia parasitando 7 ejemplares que representan el 28% de los estudiados; Urriola y Mack (2010) en su tesis de grado reportaron que 20% de los 70 ejemplares de Bothrops asper mantenidas en Cuarentena, estuvieron parasitadas por Entamoeba sp. Ríos – Carrera et al. (2017) indica que en 47 ejemplares de Bothrops asper, se encontró Entamoeba invadens.

En este estudio reportamos Giardia sp. en un ejemplar de Bothrops asper. Este protozoo fue reportado en esta especie de vipéridos en cautiverio, con 15% de prevalencia en una población 47 ejemplares analizados (Ríos-Carrera et al., 2017). Sugerimos que este parásito es adquirido a través del consumo de roedores como parte de su dieta en cautiverio, ya que la literatura reporta que estos animales son parasitados por flagelados por la exposición a quistes infectantes presentes en los alimentos y/o durante la cópula. (Telford, Jr., 1971, Pasmans et al., 2008).

Reportamos 84% de Sporozoa en la población total estudiada, siendo Eimeria sp., el género de mayor prevalencia (18 ejemplares que representan el 72%); e Isospora sp. 3 ejemplares (12%); contrario a Nasiri et al. (2014) quienes reportan la presencia de este último en 2 de 64 serpientes utilizadas en su estudio. Por su parte Ríos – Carrera et al. (2017) reporta 47 ejemplares parasitados por Eimeria sp.

Los nematodos fueron registrados para el total de las serpientes estudiadas; siendo Strongylus sp. el de mayor prevalencia, observado en 22 ejemplares (88%). Flyn (1973), y Grego et al. (2004) consideran que la presencia de Strongylus sp., puede deberse a la contaminación por alimentación en condiciones silvestres. García (2013), en su estudio reportó 42,2% de Oxyurus sp., 3,6% Strongylus sp., y 1,8% de Ancylostoma en 109 muestras de diferentes reptiles.

Kalicephalus sp., lo reportamos en 4 ejemplares (16%) y coincide con investigaciones realizadas por Greco et al. (2004); Durán y Gorocica (2011) reportan prevalencia de 25% en 56 ejemplares. En estudios realizados con 131 Bothrops jararacá, a las cuales se les realizo necropsia, se encontraron larvas de Kalicephalus sp. (Souza et al., 2014). Esta especie es prevalente en el sistema digestivo de serpientes, debido a su ciclo directo que favorece su transmisión, ya que la ingestión de sus larvas infectantes se puede dar a través de los alimentos o el agua contaminada (Jacobson, 2007); la perforación cutánea activa (Sanchez, et al., 2004) y otros autores sugieren que las larvas infectantes pueden adherirse a la lengua de las serpientes durante el proceso para captar información del entorno “sacar e introducir su lengua de manera repetitiva” (Schad, 1962).

Los platelmintos reportados se presentaron en el 96% de los ejemplares estudiados. Determinandose a Hymenolepis nana como el de mayor prevalencia, presente en 13 ejemplares (52%); Hymenolepis diminuta en 9 (36%), y Taenia sp. en 2 (8%). García en (2011), con 15 especies de serpientes no venenosas reportó Hymenolepis diminuta (en 4 ejemplares), e Hymenolepis nana en 2. Sánchez et al. (2004), reportan 41 ejemplares adultos de Boa constrictor, 28 Epicatres cenchria y 10 Corallus caninus, huevos de Hymenolepis diminuta en 11%, Hymenolepis nana 14%, y Ophiotaenia sp. 8%. Estudios realizados por Chávez et al., 2015, determinaron que 1/5 Bothrops atrox, 1/3 Bothrops barnetti, 1/2 Crotalus durissus terrificus y 1/11 Boa constrictor, estuvieron contaminados por Ophiotaenia spp. sugiriendo que podría ser causa de morbilidad y mortalidad en animales cautivos jóvenes y adultos.

También reportamos Hepatozoon sp., parasitando 2 ejemplares. En estudios morfológicos y moleculares realizados en Brasil, informaron que, de 157 serpientes, 20 (12,7%) fueron positivas para Hepatozoon sp., 2 (40%) de E. crassus, 4(16,7%) de B. constrictor y 14 (10,9%) de C. durissus; la presencia de Hepatozoon sp. en animales cautivos puede estar relacionado con la longevidad del parásito en su hospedador y no con la posibilidad de transmisión o reinfección en cautiverio (Úngari et al., 2018). Otros estudios como el realizado por O’Dwyer et al. (2003) se encontró tasa de infección en Crotalus durissus terrificus del 16,4% por Hepatozoon sp., en serpientes recién capturadas; las diferencias entre estos estudios pueden estar relacionado con el entorno en el que vivían las serpientes antes de la recolección de muestras de sangre, esto sugiere que el manejo adecuado de la salud ha contribuido a la baja prevalencia de parásitos en serpientes cautivas.

Los elevados niveles de infección producidos por parásitos intestinales en animales en cautiverio son atribuidos generalmente a condiciones inadecuadas de alojamiento y manejo, calidad del alimento, aunado a distintos factores que favorecen el desarrollo de parásitos en diferentes hábitats (Oyola et al., 2010; Atanaskova et al., 2011). Las zonas tropicales y subtropicales presentan condiciones propicias en cuanto a temperatura, pluviosidad, y humedad, las cuales permiten la supervivencia de fases parasitarias libres, así como de distintos artrópodos que actúan como vectores. La frecuencia de helmintos y protozoos en nuestro estudio puede relacionarse a lo señalado anteriormente sumado a la capacidad de resistencia que tienen estos parásitos en condiciones desfavorables (Kathun et al., 2014; Adegbulu et al., 2015; Morand, 2015).

CONCLUSIONES

Se reportaron parásitos de los phyllum Sarcomastigophora, Ciliophora, Sporozoa, Nematoda y Plathyhelminthes, lo que nos permite inferir que existe un alto parasitismo en la población de serpientes estudiadas.

En las muestras coprológicas se observó Strongylus sp., como el helminto de mayor prevalencia (22/25), seguido por el Sporozoo Eimeria sp.

Confirmamos la presencia de hematozoarios del género Hepatozoon solo en 2 ejemplares de Bothrops asper.

RECOMENDACIÓN

Comparar los resultados de esta investigación con obtenidos en otras investigaciones de serpientes estudiadas en otras áreas de la República de Panamá.

Verificar con ayuda de técnicas moleculares la presencia de géneros y posiblemente especies de parásitos en nuevas investigaciones.

AGRADECIMIENTOS

Al Centro para Investigación y Respuesta en Ofidiología (CEREO), por permitir el uso de ejemplares provenientes de Minera Panamá; infraestructuras, equipos e insumos para desarrollar este trabajo de investigación.

Referencias

Acero, J., Ramírez, C., Cuadros M., Bernal J., Molano, F., Sánchez, A., y Mahecha, Y. (2004). Manual de Procedimientos para el Laboratorio Clínico Veterinario en el Centro de Recepción y Rehabilitación de Fauna Silvestre del Dama. Recuperado de http://www. Ambientebogota.gov.com.

Adegbulu, T., Mogaji, O., Oluwole, S, Alabi, M., Adeniran, A., y Ekpo, F. (2015). A Preliminary Survey of Gastrointestinal Parasites of Animals in Federal University of Agriculture Abeokuta Zoological Park, Ogun State, Nigeria. Journal of Biology, Agriculture and Health care. 5(11):195-202.

Atanaskova, E., Kochevski, Z., Stefanovska, J., y Nikolovski, G. (2011). Endoparasites in wild animals at the zoological garden in Skopje, Macedonia. Journal of Threatened Taxa 3(7): 1955–1958.

Becerril, A. (2008). Parasitología Médica. II Ed. McGraw-Hill. 307 pp.

Bush, M. y Smeller, J. (1978). Blood Collection & Injection Techniques in Snakes. Veterinary Medicine/Small Animal Clinician. 211-214 pp.

Chávez, L., Serrano, E., Tantaleán, M., Quispe, M., y Casas, G. (2015). Parásitos Gastrointestinales en Reptiles en Cautiverio en Lima Metropolitana. Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú, 26(1): 127-134. Recuperado de http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v26i1.10909.

Cruz-Reyes, A. (1993). Parasitismo y Biodiversidad en el Reino Animal. Revista de la Sociedad Mexicana de Historia Natural. XLIV: 59-66 pp.

Durán-Gorocica, J. (2011). Helmintos parásitos de Boa constrictor (Serpentes: Boidae) en el sur de Quintana Roo, México. Instituto tecnológico de Chetumal, Chetumal, Mexico. Tesis de Grado. 17 pp.

Flynn, L. (1973). Parasite of Laboratory Animal. Iowa State Univ. Press. Ames, USA. 39: 103-121.

Gállego, J. (2006). Manual de Parasitología. Morfología y Biología de los Parásitos de Interés Sanitario. Barcelona: Universidad Barcelona. 431-440 pp.

García, D. (2011). Parásitos en los digestivos y sanguíneos de 2 géneros de boas, 1 Phython regius y 15 colubridos mantenidos en la cuarentena del centro para investigaciones y respuestas en ofidiología (CEREO). Tesis de Grado, Universidad de Panamá.

García, V. (2013). Frecuencia de parásitos de reptiles en cautiverio en diferentes colecciones del estado de Morelos. Instituto de Ciencias Agropecuarias, Universidad Autónoma del Estado de Hidalgo, Cuernavaca, México. Tesis de Grado. 75 pp

Grego, F., Gardiner, H., y Catão-Dias, L. (2004). Comparative pathology of parasitic infections in free-ranging and captive pit vipers (Bothrops jararaca). Vet Rec 154(18): 559-562. Recuperado de: http:// dx.doi.org/10.1136/vr.154.18.559.

Jacobson, R. (2007). Infectious Diseases and Pathology of Reptiles: Color Atlas and Text. Florida: CRC Press. Pp. 715

Khatun, M., Begum, N., Mamun, M., Mondal, M., y Shakif-Ul-Azam, M. (2014). Coprological study of gastrointestinal parasites of captive animals at Rangpur Recreational Garden and Zoo in Bangladesh. Journal of Threatened Taxa 6(8): 6142–6147. Recuperado de http://dx.doi.org/10.11609/JoTT.o3093.6142-7

Liu, D. (2012). Molecular Detection of Human Parasitic Pathogens. CRC Press 895 pp.

López, M., Corredor, A., Nicholl, R., Agudelo, C., Álvarez, C., Cáceres, E., Duque, S., Moncada, L., Reyes, P., y Rodríguez, G. (2006). Atlas de Parasitología. Bogotá: Universidad Nacional de Colombia. Ed El Manual Moderno Colombia Ltda. 138 pp.

Morand, S. (2015). Evolutionary Ecology of parasite diversity: From determinants of parasite species richness to host diversification. Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife 4: 80-87.

Murcia, M. (2005). Técnicas de Laboratorio en Parasitología: Nematodos. Recuperado de http://ocw.um.es/cc.-de-la-salud/parasitologia-veterinaria-i-nematodos/practicas-1/manual-de-tecnicas.pdf.

Nasiri, V., Mobedi, I., Dalimi, A., Mirakabadi, A., Ghaffarifar, F., Teymurzadeh, S., Karimi, G., Abdoli, A., y Paykari, H. (2014). A description of parasites from Iranian snakes. Experimental Parasitology: 147: 7–15.

Negroni, M. (2009). Microbiología Estomatológica. Editorial médica panamericana. 2da edición. Buenos Aires, Argentina. 656 pp.

O’Dwyer, H., Moço, C., Barella, H., Vilela, C., y Silva, J. (2003) Description of the gamonts of a small species of Hepatozoon sp. (Apicomplexa, Hepatozoidae) found in Crotalus durissus terrificus (Serpentes, Viperidae). Parasitol Res 92:110–112.

Oyola, I., Torres, A., Ríos, A., y Zapata, A. (2010). Parásitos intestinales en fauna exótica y silvestre del zoológico Santa Fe.

Pasmans, F., Blahak, S., Martel, A. y Pantchev, N. (2008). Introducing reptiles into a captive collection: The role of the veterinarian. The Veterinary Journal 17: 53–68 doi:10.1016/j.tvjl.2006.12.009.

Quiroz, H. (2005). Parasitología y Enfermedades Parasitarias de Animales domésticos. México, Editorial Limusa. 876 pp.

Ríos-Carrera, N., Vásquez, H., y Martínez, V. (2017.) Protozoos gastrointestinales en Bothrops asper (Viperidae) mantenidas en el Centro para Investigaciones y Respuestas en Ofidiología (CEREO), Escuela de Biología, Universidad de Panamá. Rev. Tecnociencia: 19(1) 107- 118.

Roca, V. y Galdón, A. (2012). Haemogregarine blood parasites in the lizards Podarcis bocagei (Seoane) and P. carbonelli (Pérez – Mellado) (Sauria: Lascertidae) from NW Portugal. Syst. Parasitol. 75: 75 – 79.

Sánchez, N., Tantaleán, M., Richards, R., y Gálvez, H. (2004). Parásitos helmintos en boa constrictor, epicrates cenchria y corallus caninus (ophidia: boidae) criadas en cautiverio. Rev Inv Vet Perú 15: 166-169.

Schad, A. (1962). Studies on the genus Kalicephalus (Nematoda: Diaphanocephalidae). II. A taxonomic revision of the genus Kalicephalus Molin, 1861. Can. J. Zool. 40:30-35.

Silva, J., Barrella, H., Nogueira, M., y O’Dwyer, H. (2001). Frequency of Helminths in Crotalus durissus terrificus (Serpentes, Viperidae) in captivity. Rev. Bra. Parasitol. Vet. 10(2): 91-93.

Souza, J., Da Silva, A., Prado, A., Antunes, C., Coronato, B., Bandeira, M., Da Silva, V., Brazil, L., Melgarejo, R., y Machado, O. (2014). Parasitological and immunological diagnoses from feces of captive-bred snakes at Vital Brazil Institute. Braz. J. Vet. Parasitol. Jaboticabal, 23(2)123-128.

Telford, R. Jr. (1971). Parasitic diseases of reptiles J Am Vet Med Assoc. Dec 1; 159(11):1644-52.

Telford, R. Jr. (2009). Hemoparasites of the reptilian: color atlas and text. CRC Press, Taylor and Francis Group, Boca Raton, Florida, 394 pp.

Uetz, P. (2018). The reptile database. Herpetol Rev 47:330–334.

Uetz, P., Freed, P. y Hošek, J. (2020). The reptile database. Herpetol Rev 47:330–334

Úngari, L., Quagliatto, A., O’Dwyer, L., Lucas M., Carneiro, T., Rodrigues, M., Melo, R., y Cury, M. (2018). Molecular characterization and identification of Hepatozoon species Miller, 1908 (Apicomplexa: Adeleina: Hepatozoidae) in captive snakes from Brazil. Parasitology Research, 117:3857–3865. Recuperate: https://doi.org/10.1007/s00436-018-6092-3.

Urriola, Y. y Mack. M. (2010). Parasitismo digestivo y sanguíneo en las Bothrops asper ingresadas a la Cuarentena para ofidios en la Universidad de Panamá. Tesis de grado para Licenciatura. 110 pp.