RESUMEN GRÁFICO

autores.

1. INTRODUCCIÓN

Las enzimas hidrolíticas extracelulares de origen microbiano son de uso común en la industria de alimentos, en la formulación de detergentes, en la industria textil, y además, en el tratamiento de pieles y de la pulpa de madera (Fasim et al., 2021; Waites et al., 2001). Se espera que el mercado global de enzimas como las proteasas, amilasas, pectinasas, xilanasas, ligninasas, celulasas y lipasas, crezca de USD 6600 millones en 2021 a 9100 millones en 2026; de estas, las proteasas y las amilasas dan cuenta de cerca del 60% y el 30% del mercado enzimático global respectivamente, aunque las carbohidrasas en general han empezado a dominar el mercado desde 2017 (BBC Publishing, 2021; Business Wire, 2019; Singh et al., 2016).

Las enzimas conocidas como hidrolasas catalizan el rompimiento de enlaces glucosídicos, peptídicos, entre otros, con la adición de moléculas de agua y, aunque la mayoría de las hidrolasas microbianas utilizadas en la industria son producidas por bacterias del género Bacillus, se ha demostrado potencial en algunas actinobacterias como también en especies de géneros como Aspergillus, Trichoderma, Rhizopus, Kluyveromyces y Lactobacillus (Singh et al., 2016; Waites et al., 2001).

Las actinobacterias están ampliamente distribuidas en ecosistemas terrestres y acuáticos, incluso en hábitats extremos, cumpliendo un importante rol en el reciclaje de nutrientes en el suelo gracias a su alta producción de enzimas extracelulares que les permite degradar polímeros complejos como la celulosa y la lignina. A este grupo bacteriano pertenecen géneros como Arthrobacter, Brevibacterium, Rhodococcus y Streptomyces, siendo este último el más común con alrededor del 70% de las especies reportadas para este grupo (Goodfellow, 2012; Lamilla, 2017).

Muchas especies de Streptomyces aisladas del suelo como S. erumpens, S. fragilis, S. limosus y S. atacamensis producen α-amilasas extracelulares bajo diferentes condiciones de cultivo (Ayuningrum et al., 2021; Hormoznejad et al., 2022; Nithya et al., 2017; Vaijayanthi et al., 2016). Estas enzimas se usan para la producción de jarabes y jugos de frutas, la elaboración de cerveza y pan, el desengomado de las telas, entre otras (Nigam, 2013;Sundarram y Krishna Murthy, 2014) y pueden obtenerse incluso usando residuos agroindustriales como fuente de carbono (Ousaadi et al., 2021).

De igual manera, otros aislados de este género producen celulasas usando sustratos como carboximetilcelulosa (CMC), papel, y subproductos agroindustriales como la paja de trigo y de arroz, bagazo de caña y residuos de frutas (Celaya-Herrera et al., 2021). Estas enzimas se utilizan durante el procesamiento de jugos de frutas además de telas, y constituyen una estrategia para reciclar el papel utilizado como también otros materiales agroindustriales, con el fin de obtener azúcares fermentables (Danso et al., 2022; Nigam, 2013).

Por su parte, algunas proteasas que se pueden utilizar en la preparación de detergentes, el procesamiento del cuero y la elaboración de quesos (Nigam, 2013; Singh et al., 2016), también se han obtenido de diferentes actinobacterias aisladas de suelos y sedimentos marinos (Haritha et al., 2010; Suthindhiran et al., 2014). Otras hidrolasas que se incorporan en detergentes, y que además se usan en la biorremediación de ambientes contaminados con hidrocarburos, y en la elaboración de alimentos, cosméticos y biodiesel, son las lipasas; y algunas especies como S. clavuligerus y S. coelicolor, producen estas enzimas usando grasas y aceites como fuente de carbono (dos Santos et al., 2017; Mohamed y Awad, 2021; Ugur et al., 2014).

Debido a que muchas de estas enzimas extracelulares son elaboradas según las necesidades nutricionales de las bacterias, su producción puede estar asociada con la cantidad y el tipo de materia orgánica presente en el sitio en que se encuentran estos microorganismos. Se ha demostrado, por ejemplo, que suplementar los suelos con diferentes fuentes de nitrógeno y aplicar distintas prácticas de manejo en suelos destinados a la agricultura, afecta la diversidad microbiana y su actividad hidrolítica (Gajda et al., 2018; Shi et al., 2018). Por esto, el objetivo de este trabajo fue describir la actividad enzimática de diferentes aislados nativos de actinobacterias, obtenidos a partir de diferentes suelos y de un sistema de compostaje, con el fin de demostrar la presencia de microorganismos potenciales productores de hidrolasas en ecosistemas locales poco explorados.

2. MATERIALES Y MÉTODOS

Recolección de las muestras: se tomaron entre 100 y 200 g de suelo en diferentes zonas del corregimiento de Santa Elena, municipio de Medellín, Colombia (latitud 6°13’N, longitud 75°29’W, altitud 2200 m). Para el muestreo se seleccionaron rizosferas de: un cerco vivo de limoncillo (Swinglea glutinosa (Blanco) Merr.); de un bosque nativo muy húmedo montano bajo con cobertura natural; de cultivos artesanales de hortensias (Hydrangea macrophylla (Thunb.) Ser.), aguacate criollo (Persea americana Mill), mora andina (Rubus glaucus Benth.) y coles (Brassica oleracea var. capitata L.); además del suelo de un sendero en el mismo bosque nativo. Todas las muestras se tomaron a una profundidad entre 10 a 20 cm, y se transportaron refrigeradas en bolsas con cierre hermético. De igual manera, se tomó una muestra de un sistema de compostaje con cinco días de maduración, establecido para el tratamiento de residuos orgánicos obtenidos en una cafetería universitaria. El pH de cada muestra se midió por el método potenciométrico en agua 1:1 volumen: volumen.

Aislamiento y conservación de microorganismos: se resuspendieron 10g de cada muestra en 100 mL de solución salina al 0.9 % p/v, y se agitaron por 30 minutos a 150 rpm, a 28 °C. Las mezclas se dejaron sedimentar, se realizaron diluciones seriadas hasta 10^-5, y se sembraron por duplicado 100 µL de las diluciones 10^-4 y 10^-5 por superficie de manera homogénea en agar Streptomyces y en agar almidón caseína nitrato (Atlas, 2010), ambos medios suplementados con 2,5 mg/L de rifampicina. Las placas fueron incubadas a 28 °C durante al menos siete días. Se seleccionaron colonias con morfologías correspondientes a bacterias filamentosas Gram-positivas y se subcultivaron en agar Streptomyces hasta obtener aislados puros; cada aislado se conservó en caldo infusión cerebro corazón con 15% v/v de glicerol a -20 °C.

Evaluación de la actividad hidrolítica: se utilizó el método de difusión en agar, para lo cual se adicionaron 10 µL de inóculo bacteriano a un disco de papel filtro estéril de 5mm de diámetro ubicado sobre un medio de cultivo sólido con un pH de 7.0. Cada actividad se determinó según los halos de hidrólisis calculados como la mitad de la diferencia entre el diámetro de la zona de hidrólisis y el diámetro de la colonia (en mm). Los inóculos se prepararon en agua destilada con 0.05 % v/v de Tween 80, resuspendiendo colonias obtenidas en agar Streptomyces hasta alcanzar una densidad óptica de 1.4 - 1.5 a 600 nm.

La actividad amilolítica se evaluó en un medio de cultivo constituido (en g/L) por: almidón soluble, 10.0; extracto de levadura, 1.0; NaNO₃, 1.2; K₂HPO₄, 3.0; KH₂PO₄, 6.0; MgSO₄.7H₂O, 0.2; CaCl₂.2H₂O, 0.03; MnSO₄.7H₂O, 0.01; agar, 12.0; se usó lugol como solución reveladora. La actividad celulolítica se determinó en un medio preparado (en g/L) con CMC, 5.0; extracto de levadura, 0.5; NaNO₃, 1.0; K₂HPO₄, 1.0; MgSO₄.7H₂O, 0.5; agar, 15.0; los halos se revelaron con rojo congo al 0.1 % p/v y cloruro de sodio. Para medir la actividad proteolítica se usó un medio compuesto (en g/L) por gelatina, 10.0; peptona, 10.0; NaCl, 5.0; extracto de carne, 10.0; agar, 15; se usó una solución de cloruro de mercurio al 15 % p/v para revelar los halos. La actividad lipolítica se evaluó en un medio con (en g/L) caldo nutritivo, 9.0; extracto de levadura, 2.5; agar, 12.0, suplementado con aceite de oliva al 3 % v/v, Tween 80 al 0.025 % v/v y rodamina B al 0.02 % v/v.

Análisis estadístico: para analizar la actividad hidrolítica según el halo de inhibición generado por las bacterias, se empleó un diseño completamente aleatorio (DCA) con tres réplicas. Para determinar las diferencias significativas de la actividad hidrolítica entre los 44 aislados evaluados, y según los sitios de muestreo, se implementó una prueba de Kruskal-Wallis con comparación entre parejas, para determinar los aislados con actividades significativamente diferentes. Se utilizó p < 0.05 como criterio estadístico para revelar diferencias significativas entre los aislados, teniendo en cuenta una confianza de la prueba del 95 %. Todos los datos se analizaron mediante el programa estadístico SPSS® versión 24.

3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Se demostró en este estudio la capacidad enzimática que poseen 43 aislados nativos de bacterias filamentosas obtenidos a partir de un sistema de compostaje y de diferentes suelos bien drenados y ligeramente ácidos (Tabla 1). Además, se analizó la actividad de la cepa de Streptomyces griseus subsp. griseus ATCC®10137™ (S.G.). Las rizosferas del bosque nativo y de los cultivos de hortensias, aguacate, mora y coles, correspondieron a suelos franco-arcillosos y de color en húmedo pardo muy oscuro, aspectos similares a los reportados por Pérez et al. (2017) para un suelo tomado en una ubicación geográfica cercana. No obstante, la rizosfera del cerco vivo de limoncillo y el suelo del sendero eran de color pardo oliva, no presentaron una capa de material orgánico fresco abundante, y aunque su textura fue similar a las demás muestras, estas dos presentaron una apariencia menos húmeda.

Tabla 1.
Aislados compatibles con Streptomyces productores de hidrolasas obtenidos de diferentes suelos y de un sistema de compostaje.

autores.

Todos los aislados produjeron al menos una hidrolasa extracelular, encontrándose diferencias significativas (p < 0.05) para cada actividad por lo menos en uno de ellos; en general, el 52% mostraron las cuatro actividades enzimáticas evaluadas, mientras que en estudios similares realizados por Do et al. (2021) y Kumar et al. (2012), menos del 20 % del total de los microorganismos recuperados presentaron simultáneamente estas cuatro actividades hidrolíticas (Do et al., 2021; Kumar et al., 2012). En estudios como el realizado por Bentley et al. (2002) se ha demostrado la presencia de genes codificantes para amilasas, proteasas, celulasas, lipasas y otras hidrolasas extracelulares en algunas especies de bacterias filamentosas como S. coelicolor y S. avermitilis, lo que confirma que es posible que algunos de los aislados obtenidos en este trabajo presenten esta diversidad enzimática.

De los 44 aislados evaluados, el 84% presentó actividad amilolítica (Figura 1); el aislado S17H fue el que presentó mayor actividad, pero no fue estadísticamente diferente a la registrada por otros como S13H, S41, S7F, S40 y S3F, con un nivel de confianza del 95% (Tabla A1, ver anexo). A pesar de que la presencia de amilasas en actinobacterias mesófilas es un fenómeno común, 7 aislados obtenidos no mostraron degradación del almidón presente en el medio. Entre los trabajos que han recuperado microorganismos con actividad amilolítica a partir de sistemas de compostaje, Do et al. (2021) obtuvieron 47 aislados de actinobacterias de un compost, aunque solo 5 mostraron actividad amilolítica con halos entre 13 y 25 mm, un valor similar para 1 de los aislados obtenidos en este estudio. Por su parte, Santos et al. (2012) encontraron que de 150 aislados de actinobacterias recuperadas a partir de un suelo de una zona desértica, 21 (14%) generaron halos de hidrólisis de almidón de más de 1.5 cm, al igual que dos de los 15 encontrados en un bosque tropical (13%) y 82 de los 121 obtenidos en un área montañosa (68%); esta proporción de aislados con actividad amilolítica con respecto al total de bacterias recuperadas fue menor que la obtenida en el presente estudio.

Figura 1.
Actividad amilolítica de los aislados, representada en halos de hidrólisis de almidón revelados con lugol. Se muestran las medianas e intervalos de los datos.

autores.

Por su parte, Mansour et al. (2015) aislaron 35 actinobacterias a partir de diferentes muestras de suelo, y todas presentaron actividad amilolítica; sin embargo, ninguno de estos aislados mostró actividad celulolítica, a diferencia del presente estudio en el que el 98% de los aislamientos evaluados indicaron algún grado de hidrólisis de la CMC del medio de cultivo (Figura 2).

Figura 2.
Actividad celulolítica de los aislados, representada en halos de hidrólisis de CMC revelados con rojo congo. Se muestran las medianas e intervalos de los datos.
autores.

Los aislados con mayor actividad celulolítica en este estudio fueron S13H y S3F, aunque sin diferencias significativas con otros como S41, S5H, S4H, S11H, S2H y S40 (Tabla A1). Estos resultados son similares a los reportados por Das et al. (2014), quienes encontraron que entre 80–90% de las actinobacterias aisladas en su estudio, a partir de suelos agrícolas hidrolizaron la celulosa del medio de cultivo. Se han encontrado especies productoras de celulasas como S. griseorubens en un suelo contaminado con residuos municipales (Prasad et al., 2013), y S. flavogriseus, S. virginiae y S. griseoaurantiacus en la rizosfera de suelos con cultivos de cereales (Castañeda-Cisneros et al., 2020).

Do et al. (2021) también recuperaron 7 aislados del género Streptomyces a partir de un compost preparado principalmente con estiércol de vaca, pasto fresco y aserrín; 1 de sus aislados presentó un halo de hidrólisis de CMC de 27 mm, similar al obtenido en este estudio con los de mayor actividad celulolítica. Cabe anotar que la proporción de aislados productores de celulasas fue la más alta debido a la presencia de material celulósico en los sitios de muestreo.

De igual manera, se evaluó la actividad proteolítica representada por la hidrólisis de la gelatina (Figura 3). En este caso, el 91% de los aislados mostró actividad, y S8H fue el de mayor capacidad de hidrolizar proteínas sin presentar diferencias significativas con otros como S17H, S6H, S4H, S7F, SH3A, S40, S41 y S1H (Tabla A1).

Figura 3.
Actividad proteolítica de los aislados, representada en halos de hidrólisis de gelatina revelados con cloruro de mercurio. Se muestran las medianas e intervalos de los datos.
autores.

Varias proteasas usadas en la industria como la pronasa y la fradiasa se obtienen a partir de bacterias filamentosas como S. griseus y S. fradiae, cuya presencia en diferentes suelos ya ha sido reportada (Arora et al., 2005; El-Naggar et al., 2016; Vaijayanthi et al., 2016). Asimismo, Boughachiche et al. (2021) obtuvieron 5 aislados de actinobacterias, de las cuales solo 1 (20%) mostró actividad proteolítica, un porcentaje inferior al obtenido en este trabajo (81%). De igual manera, Palaniyandi et al. (2013) colectaron 40 aislados consistentes con Streptomyces a partir de la rizosfera de un cultivo de ñame de los cuales solo 11 (28%) hidrolizaron la gelatina, y Kumar et al. (2012) obtuvieron 48 aislados de este género a partir de humus de lombriz, 20 de ellos (42%) con actividad proteolítica.

También se evaluó la actividad lipolítica, y el 70% de los aislados mostraron algún grado de hidrólisis, estos fueron mayores para SH3A y S17H, aunque sin presentar diferencias estadísticas con otros como S3F, S3H y S4H (Figura 4, Tabla A1). Algunas especies de Streptomyces que pueden encontrarse en el suelo, por ejemplo S. clavuligerus, presentan actividad lipolítica (dos Santos et al. 2017). Además, Ugur et al. (2014) confirmaron la producción de lipasas para 270 aislados consistentes con este género usando medios de cultivo con Rodamina-B como indicador de la hidrólisis de aceite de oliva. En otros trabajos, la proporción de aislados lipolíticos con respecto al total de los obtenidos a partir de muestras de suelo no superan el 15%, valores inferiores al alcanzado en este estudio (70%) (Do et al., 2021; Mansour et al., 2015). En comparación con las otras enzimas evaluadas, la producción de lipasas ligada a la disponibilidad de sustrato se ve limitada, considerando la poca cantidad de aceites y grasas presentes en las rizosferas, de la misma forma que en los suelos seleccionados para el aislamiento de actinobacterias.

Figura 4.
Actividad lipolítica de los aislados, representada en halos de hidrólisis de aceite de oliva revelados con Rodamina-B. Se muestran las medianas e intervalos de los datos.
autores.

Finalmente, en todos los sitios de muestreo evaluados se encontró al menos un aislado productor de hidrolasas, y se encontraron diferencias significativas para cada actividad según el origen de los aislados (p < 0.05) (Figura 5, Tabla A2, ver anexo).

Figura 5.
Actividades hidrolíticas evaluadas según el origen de los aislados: I. Amilasas; II. Celulasas; III. Proteasas; IV. Lipasas. Se muestran las medianas e intervalos de los datos para cada sitio de muestreo: A. Rizosfera de bosque nativo; B. Rizosfera de cultivo de hortensias; C. Sistema de compostaje; D. Sendero de bosque nativo; E. Rizosfera de cultivo de aguacate; F. Rizosfera de cultivo de mora andina; G. Rizosfera de cultivo de coles; H. Rizosfera de cerco vivo; X. Streptomyces griseus subsp. griseus ATCC®10137™.
autores.

En general, es posible encontrar actinobacterias en diversos ecosistemas como suelos, sedimentos marinos y de agua dulce, sistemas de compostaje, materia orgánica en descomposición, entre otros. Muchas de las especies de este grupo microbiano, especialmente del género Streptomyces que son aisladas de suelos y rizosferas, producen enzimas extracelulares que les permiten utilizar sustratos complejos como almidón, celulosa, hemicelulosa, lignina o incluso gomas, y su actividad enzimática puede ser diferente según el sitio donde se encuentren, pues muchas de sus enzimas son inducibles según los sustratos que tengan disponibles (Quinn et al., 2020; Shivlata y Satyanarayana, 2015).

En este estudio no se aislaron microorganismos amilolíticos a partir de la rizosfera del cultivo de coles, y la mayor actividad se encontró para los obtenidos del sistema de compostaje y las rizosferas del bosque y del cerco vivo. De igual forma, la actividad celulolítica fue mayor para los aislados obtenidos del sistema de compostaje y de la rizosfera del cerco vivo. No se obtuvieron aislados, en la muestra tomada del sendero de bosque nativo, que hidrolizaran gelatina; y la mayor actividad proteolítica la presentaron los aislados obtenidos de la rizosfera del cerco vivo y del sistema de compostaje. El único aislado obtenido a partir del sendero del bosque tampoco mostró actividad lipolítica; los demás sitios de muestreo presentaron aislados con actividades lipolíticas sin diferencias significativas. Se comprobó, además, la capacidad hidrolítica de la cepa Streptomycesgriseus subsp. griseus ATCC®10137™, la cual no fue diferente, con una confianza del 95%, de las mayores productoras de amilasas, celulasas, proteasas y lipasas encontradas en este estudio.

Los sitios de muestreo que permitieron recuperar una mayor proporción de aislados con actividad hidrolítica fueron la rizosfera del cerco vivo y el sistema de compostaje. La rizosfera del cerco vivo de Swinglea glutinosa (Blanco) Merr. es un ambiente con alteraciones antropogénicas debido al suministro de fertilizantes que representan fuentes de nitrógeno adicionales para la microbiota asociada con las raíces de estos arbustos; este suelo en el momento del muestreo, presentó menores niveles de humedad que las demás muestras, y esto puede dar ventajas competitivas a algunas bacterias filamentosas sobre otro tipo de bacterias (Radha et al., 2017).

Por otro lado, el sistema de compostaje, del cual fueron obtenidos los aislados S34, S40 y S41, fue implementado con el fin de realizar el tratamiento de residuos orgánicos con alto contenido de almidón y celulosa, al igual que de proteínas y lípidos en menor medida. La presencia de bacterias filamentosas es un indicador de la madurez del sistema de compostaje, y en este estudio, aunque se encontraron pocos aislados, estos sí presentaron un potencial enzimático importante. En otro trabajo similar, se reportó la recuperación de 90 aislados a partir de un sistema de compostaje establecido a partir de residuos agroindustriales y vegetales, aunque solo cuatro de ellos mostraron potencial celulolítico superior a los obtenidos en este estudio (Amore et al., 2012).

Según los resultados de esta investigación, las rizosferas y los sistemas de compostaje son sitios potenciales para encontrar aislados de bacterias filamentosas productoras de enzimas hidrolíticas con múltiples aplicaciones en la industria, siendo posible que haya una relación entre las actividades enzimáticas de los aislados obtenidos y las propiedades fisicoquímicas del lugar de muestreo, sin embargo, el número de bacterias recuperadas en algunos suelos fue muy bajo y no confirmó dicha relación.

4. CONCLUSIONES

Se encontraron bacterias filamentosas en diferentes tipos de suelo, incluyendo rizosferas de cultivos artesanales y de bosques nativos; y, aunque se reporta en la literatura que el tipo de suelo ideal para el aislamiento de estas bacterias es uno ligeramente alcalino con alta cantidad de materia orgánica además de poca intervención antropogénica, en este estudio fueron encontrados muchos aislados en suelos manipulados para la formación de cercos vivos al lado de una vía pavimentada. De igual forma, se confirmó la presencia de actinobacterias con alta actividad hidrolítica en un sistema de compostaje casero, la cual puede estar asociada a la alta disponibilidad de moléculas complejas como almidón y celulasa en los sustratos. Aún falta analizar la relación entre la presencia de dichas moléculas en las rizosferas y la actividad enzimática expresada por las actinobacterias nativas. Igualmente, se debe estudiar si las rizosferas de cultivos diferentes permiten establecer interacciones microbianas que potencien la liberación de ciertas enzimas.

Materiales suplementarios

Agradecimientos

A la Institución Universitaria Colegio Mayor de Antioquia por la financiación del proyecto “Potencial enzimático de actinomicetos aislados de suelo y de un proceso de compostaje”, aprobado según ACTA 29 del 17 de diciembre de 2013.

A Juan Alberto Trujillo-Salazar por su tiempo dedicado en el planteamiento del proyecto; a Marcela Mora-López por su apoyo en algunos análisis estadísticos y en la actualización del manuscrito final; a los estudiantes del Semillero de Investigación de la Facultad de Ciencias de la Salud (SIFACS) que participaron en algunas actividades en el laboratorio; y a las docentes asesoras, por el acompañamiento a los estudiantes en la presentación de la propuesta y de algunos resultados preliminares.

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Información adicional

CÓMO CITAR: Osorio-Echeverri, V., Obando-García, J., Castrillón-Duque, E. y Martínez, J. (2023). Bacterias filamentosas productoras de enzimas hidrolíticas aisladas de rizosferas y un sistema de compostaje. Revista de Investigación Agraria y Ambiental 15(1), 229 - 249. https://doi.org/10.22490/21456453.6594

CONTRIBUCIÓN DE LA AUTORÍA: Víctor Manuel Osorio-Echeverri: Metodología, investigación, análisis de datos, conceptualización, administración del proyecto, escritura, borrador original. Jessica Johanna Obando-García: metodología, investigación, análisis de datos. Elizabeth Castrillón-Duque: metodología, investigación, análisis de datos. José Gregorio Martínez: análisis de datos, revisión y edición.

CONFLICTO DE INTERESES: Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Enlace alternativo

https://hemeroteca.unad.edu.co/index.php/riaa/article/view/6594 (html)

https://hemeroteca.unad.edu.co/index.php/riaa/article/view/6594/6579 (pdf)